Хроматин, эпигенетика и репарация генетических повреждений

 

Естественным носителем генетической информации в эукариотической клетке является хроматин - нуклеопротеиновый комплекс, состоящий из ДНК, гистонов и негистоновых белков [1]. Именно в хроматине происходит реализация генетической информации, а также репликация, репарация и рекомбинация ДНК. Низшим уровнем иерархической организации хроматина является нуклеосомный.

Основной повторяющейся единицей хроматина является нуклеосома, образованная 147 парами оснований ДНК, закрученными вокруг октамера, образованного коровыми гистонами H2A, H2B, H3 и H4. Эти так называемые канонические гистоны включаются в хроматин исключительно в S-фазе, их экспрессия регулируется клеточным циклом и они транскрибируются с нескольких генов, обычно распределенных в кластеры. Гистон Н1 взаимодействует с концами линкерной ДНК в районе тетрамера Н3-Н4.

 

 

Для всех гистонов, кроме H4, показано существование альтернативных вариантных гистонов, которые, в некоторых случаях, могут заменять канонические гистоны в составе нуклеосом.  Вариантные формы гистонов – это белки, структура которых в основном совпадает со структурой гистона, но свойства несколько изменены из-за того, что по некоторым функциональным доменам происходят аминокислотные замены.

гистон

Молекула каждого гистона состоит из центрального структурированного трехспирального домена (одного длинного и двух коротких альфа-спиральных участков, соединенных петельным сегментом) и неструктурированных N- терминальных  «хвостов».

 

Дальнейшая упаковка хроматина достигается за счет взаимодействия ДНК с негистоновыми белками. Однако, именно нуклеосома играет центральную роль в упаковке ДНК на всех уровнях. Межнуклеосомные взаимодействия определяют степень компактизации ДНК, что соответственно облегчает или затрудняет доступ к ДНК многочисленным регуляторным факторам.

 

Эпигенетическая регуляция

 

Хроматин является не просто пассивным «упаковщиком» ДНК, но и носителем эпигенетической информации. Эпигенетическое наследование, т.е. наследуемое изменение функционального состояния генов не сопровождающееся изменением их нуклеотидных последовательностей, является фундаментальным для регуляции развития многоклеточных организмов [2]. В эукариотическом геноме эпигенетические изменения переключают функциональное состояние генов из активного в молчащее и наоборот. В свою очередь, нарушения эпигенетических регуляций приводят к развитию многочисленных заболеваний, в том числе раковых [3, 4].

Основными (но далеко не единственными) механизмами кодирующими эпигенетическую информацию являются метилирование ДНК и динамичные преобразования хроматина. Возникновение эпигенетических регуляций обусловлено появлением в определенных участках генома эпигенетических изменений-меток, представляющих создаваемые специфическими энзимами модификации ДНК (метилирование CpG-динуклеотидов) или хроматина (ацетилирование, метилирование, юбиквитинирование, фосфорилирование гистонов, а также введение в состав хроматина специфических, вариантных гистонов), которые изменяют доступность ДНК для транскрипции. Хроматин является весьма динамичной структурой, позволяющей как быстро реагировать на внутри-и внеклеточные сигналы, так и  поддерживать состояние активности или неактивности генов. При этом процессы модификации ДНК и хроматина не независимы, а отражают разные стороны одного механизма. В частности, метилирование ДНК может быть предварительным условием метилирования гистонов. Эпигенетические регуляции носят обратимый характер и могут вызываться как мутациями отдельных генов, так и воздействиями окружающей среды. Повышенный интерес к ним связан с тем, что эпигенетические изменения играют ключевую роль в процессе ракового перерождения клеток, развитии опохолей и возникновении устойчивости раковых клеток к лекарственным препаратам [3]. Обратимость эпигенетических регуляторных механизмов создает возможность для коррекции аберрантных эпигенетических изменений в опухолевых клетках с помощью лекарственных препаратов. Таким образом, исследование эпигенетических механизмов и  различных факторов участвующих в эпигенетической регуляции имеет не только фундаментальный характер, но и создет предпосылки для разработки новых методов антираковой терапии.

 

Исследования эпигенетических регуляций является одним из наиболее значимых и динамично развивающихся направлений современной биологии. Здесь мы сосредоточимся, прежде всего, на таких процессах преобразованиях хроматина, существенных для эпигенетической регуляции, как процессы сборки и ремоделирования хроматина и на роли преобразований хроматина в репарации повреждений ДНК.

Преобразования хроматина осуществляется с помощью трех основных взаимосвязанных механизмов:

1.     ковалентной модификации гистонов,

2.     АТФ-зависимого ремоделирования хроматина

3.     включение вариантных гистонов в хроматин.

Комбинации таких изменений рассматриваются в качестве фундаментального эпигенетического дополнения к генетическому коду [5]. Посттрансляционные ковалентные модификации гистонов создают эпигенетические изменения, которые определяют функциональное состояние различных участков генома — гистоновый код  [6]; [7]; [8]; [9]; [10]. АТФ-зависимые хроматин-ремоделирующие белки модифицируют структуру хроматина, изменяя ДНК-гистоновые контакты. Такие изменения приводят к перемещению или удалению нуклеосом, что и определяет «молчание» или активность генов [11]; [12]; [13]; [14]; [15]; [16]; [17]. Вариантные гистоны и факторы, вовлеченные в доставку этих гистонов в хроматин, играют существенную роль в контроле хромосомной архитектуры, экспрессии генов, репарации и формировании эпигенетической памяти.

 

Ковалентная модификация гистонов

 Гистоновый код — это посттрансляционные модификации определенных аминокислотных остатков гистонов на N-терминальном конце, например, ацетилирование, метилирование, фосфорилирование, убиквитинирование и рибозилирование и т.д. Черненков1

структура хроматина Черненков2

Посттрансляционные модификации гистонов могут определять дальнейшую судьбу клетки [6]. Например, фосфорилирование остатков серина в положении 10 и 28 гистона НЗ является маркером низкой транскрипционной активности. Комбинация фосфорилирования серина в положении 10 и ацетилирования лизина в положении 14 гистона НЗ является признаком активной транскрипции. В целом, предполагается, что множественные модификации, имеющие место в определенных местах гистонов представляют собой код, который влияет на то, какие белки способны взаимодействовать с комплексами гистонов и ДНК и, следовательно, какие гены регулируются этими белками [18]; [8]; [19].

Кроме того существует так называемая «эпигенетическая память». Это означает, что клетка «запоминает» паттерн гистоновых модификаций и способна сохранять его при делении [20]; [21]. При нарушении передачи информации гистонового кода или при сбое в его реализации могут возникать тяжёлые нарушения не только на клеточном уровне, но и серьёзные патологии на организменном уровне [6].

 

АТФ-зависимое ремоделирование хроматина

 

Ремоделирование

АТФ-зависимые  хроматин-ремоделирующие белки модифицируют структуру хроматина, изменяя ДНК-гистоновые контакты. Эти факторы могут модифицировать структуру хроматина с помощью различных механизмов: нуклеосомы могут быть собраны в состав хроматина или удалены, коровые гистоны могут быть заменены на вариантные, может быть изменена позиция нуклеосом по отношению к последовательности ДНК [14, 22]. Хроматин – ремоделирующие факторы представляют собой структурно и функционально различные белковые комплексы, но все они содержат белки из SNF2-семейства АТФаз в качестве каталитической субъединицы. Белки семейства SNF2 разделены на 24 подсемейства на основании сравнения структуры их геликазного домена. Эти подсемейства также отличаются друг от друга наличием или отсутствием дополнительных доменов, таких как бромо- и хромодоменов или PHD- и RING- пальцевые доменов [23]. Эти подсемейства объединяют в 4 – 7 больших семейств, из которых yаиболее хорошо охарактеризованы  4  - SWI/SNF, ISWI, CHD и INO80 [14]; [24]; [25].

 

Схема характерных доменов для АТФазной  субъединицы каждого семейства хроматин-ремоделирующих белков.

Каждое семейство содержит АТФазную субъединицу из SWI2/SNF2 суперсемейства. АТФазный домен в этих субъединицах разделён на две части DExx (красная) и HELICc (оранжевая). Комбинация доменов на С- и N-терминальных концах или прилегающие домены к АТФазному в каждом семействе различаются. Белки из SWI/SNF, ISWI и CHD семейства имеют небольшую инсерцию, разделяющую АТФазный домен. Каталитическая субъединица из семейства INO80 содержит длинную разделяющую инсерцию (жёлтая). Бромодомен (светло-зелёный) и HSA (helicase-SANT) домен (тёмно-зелёный) принадлежат к SWI/SNF семейству. SANT-SLIDE домены (светло- и темно-синий) — для семейства ISWI, тандем хромодоменов (розовый) относится к семейству CHD, а HSA домен (тёмно-зелёный) к INO80 семейству [24].

АТФ-зависимые хроматин ремоделирующие факторы и субъединицы их белковых комплексов [24].

 

 

 

Включение вариантных гистонов в хроматин

 

вариантные гистоны млекопитающих
Вариантные гистоны млекопитающих

 

 

 

Для всех гистонов, кроме Н4, показано существование альтернативных вариантных (замещающих) гистонов которые могут заменять канонические гистоны в составе нуклеосом [26]. Предполагается, что нарушения регуляции сборки хроматина, содержащего вариантные гистоны, может вести к возникновению онкологических заболеваний, стерильности, нарушений в центральной нервной системе и быть связано со старением [27].

 

Включение вариантов гистонов H3 и H2A, таких как, например, H3.3, CENP-A или H2A.Z, в состав нуклеосом коррелирует с функциональной спецификацией различных регионов генома[26, 28]. В активно транскрибирующихся генах вместо гистона Н3 встраивается его вариант Н3.3. Считается, что замещение гистона Н3 вариантным гистон Н3.3 происходит в процессе независимой от репликации сборки хроматина [28]. Показано, что гистон H3.3 может служить истинной эпигенетической меткой, позволяющей поддерживать активное состояние экспрессии генов в ряду клеточных поколений [29]. Положение центромеры в хромосомах высших организмов и поддержание ее идентичности в ходе клеточных делений определяется эпигенетически с помощью другого, цетромер-специфичного, варианта гистона H3 – cenH3 (CENP-A, cid). Центромерный хроматин у человека и дрозофилы состоит из чередующихся блоков, в которых находятся CenH3- или H3-содержащие нуклеосомы, и фланкирован прицентромерным гетерохроматином [30]; [31]. [32]; [33].

 

гистон Н3
 Несколько вариантов гистона H2A также могут замещать его в процессе нерепликативной сборки хроматина. Вариантная форма гистона Н2А — H2AZ обнаруживается в нуклеосомах активно транскрибирующихся участков хроматина и предотвращает образование факультативного гетерохроматина [32]. В центромерных блоках H3-содержащего хроматина у человека и дрозофилы коровый гистон H2A заменен на вариантную форму H2A.Z (H2Av у дрозофилы).

 

 

 

гистон Н2А

На этапе “узнавания” повреждения ДНК ключевым ответным хроматин-ассоциированным событием на возникновение двунитевого разрыва (ДР) ДНК является фосфорилирование вариантных гистонов Н2Аv и Н2АХ у дрозофилы и  млекопитающих, соответственно [27].

 

Сборка хроматина

 

Сборка хроматина представляет собой принципиально важный процесс необходимый для дупликации хроматина после репликации ДНК. Кроме того, удаление и включение гистонов происходит постоянно в течении клеточного цикла, в ходе таких процессов метаболизма ДНК как, например, транскрипция, репарация или рекомбинация. Процессы сборки и разборки хроматина является важнейшими компонентами регуляторной сети, контролирующей продвижение клеток по  клеточному циклу и процессы, происходящие в ходе развития организма.

 

все процессы

 

 

В делящихся клетках эукариот сборка хроматина происходит в ходе репликации ДНК, когда “родительские” и вновь синтезированные гистоны распределяются между дочерними нитями ДНК [34]; [35].

 

сборка рз

Кроме того, удаление и включение гистонов происходит постоянно в течении клеточного цикла, в ходе таких процессов метаболизма ДНК как, например, транскрипция, репарация или рекомбинация. Независимая от репликации сборка хроматина вовлекает исключительно гистоновые варианты (например, H3.3, H2A.Z, CenpA), в то время канонические гистоны (H2A, H2B, H3.1, H3.2, H4) могут быть включены только во время репликации [34]; [28].

 

РН сборка

 

Факторы сборки хроматина

 

Для эффективной сборки хроматина необходимо взаимодействие факторов относящихся к двум различным классам: гистоновых шаперонов и АТФ-зависимых SWI/SNF–подобные хроматин-ремоделирующих факторов [36]; [37]; [38]; [39]. Гистоновые шапероны играют роль как в доставке вновь синтезированных гистонов в ядро, так и во включении гистонов в хроматин [40]; [41]. Участие специфических шаперонов определяет репликативно – ассоциированный и независимый от репликации пути сборки хроматина [42].

 

факторы

Гистоновые шапероны

Гистоновые шапероны экранируют заряд гистонов, обеспечивая правильную сборку нуклеосомы. Без них ДНК образует с молекулами гистонов нерастворимый комплекс [38].

Шаперон CAF-1 (Chromatin assembly factor-1) является гетеротримерным белковым комплексом, состоящим из субъединиц p150, p60 и p48 [43]. При иммунопреципитации шаперон выделяется в комплексе с гистонами H3 и H4, где H4 ацетилирован аналогично только что синтезированному H4. CAF-1 находится в репликативной вилке, где взаимодействует с PCNA (Proliferating cell nuclear antigen) и способствует доставке гетеродимеров H3-H4 на сайты синтеза ДНК, обеспечивая сборку новой нуклеосомы в вилке репликации [44]. Было показано, что CAF-1 также играет существенную роль в процессах репарации [45].

Шаперон NAP1 (Nucleosome Assembly Protein-1) был идентифицирован как гистон-связывающий белок, облегчающий включение нуклеосом в хроматин [46]. NAP1 является гомомультимером, с кислым карбоксильным концом. Шаперон доставляет гистоны H2A, H2B в хроматин во время S-фазы [47].

Шаперон HIRA (histone regulator A) участвует в процессах независимой от репликации сборки хроматина. HIRA относится к семейству HIR белков, в которое входят дрожжевые белки Hir1p и Hir2p [48]. Hir1p и Hir2p являются ортологами N- и C-концов белка HIRA. Белки HIRA характеризуются наличием семи WD-повторов, образующих вторичную структуру под названием «бета пропеллер» [49]. У мышей HIRA является жизненно важным геном, при выключении которого эмбрионы погибают на ранней стадии [50]. Способность HIRA к независимой от синтеза ДНК сборке нуклеосом была обнаружена в экстрактах яиц Xenopus [51]. HIRA и две большие субъединицы CAF-1 были найдены в комплексах с гистонами H3.3 и H3, соответственно. Это подтверждает существование разных путей сборки хроматина, которые отличаются по их зависимости от синтеза ДНК, собирающих хроматин факторов и предпочитаемых типов гистонов H3.

Шаперон Asf1 (Anti-silencing factor-1) участвует и в зависимой от репликации, и в независимой от репликации сборке хроматина, связывается со вновь синтезированными димерами H3-H4 [52]; [53]. Asf1 изначально был определен в дрожжах как ген, при гиперэкспрессии которого активируется транскрипция молчащих генов [54]. Делеция гена asf1 в дрожжах приводит к нарушениям функции подавления транскрипции, замедлению роста и к чувствительности к ДНК-повреждающим агентам. Так же как и CAF-1, Asf1 важен в процессе репарации ДНК [55].

Комплекс RCAF (Replication Coupling Assembly Factor) состоит из белка Asf1 и специфически ацетилированных гистонов H3 и H4 [55]. Так же как и CAF-1, RCAF ответственен за репликативную сборку хроматина, а гистоны H3 и H4 в комплексе RCAF ацетилированы аналогично вновь синтезированным гистонам.

Были идентифицированы шапероны, которые специфически взаимодействуют с определенными вариантами гистонов. Например, гистон H3.1 был найден в комплексе, содержащем гистоновые шапероны Asf1 и CAF-1, тогда как H3.3 соочищался в комплексе с шаперонами  HIRA и Asf1 [42]. Содержащий WD повтор белок RbAp48, который является частью различных модифицирующих хроматин комплексов (например, CAF-1, Sin3/HDAC, HAT1, NuRD) взаимодействует с центромер- специфичным вариантом гистона H3 - CID у дрозофилы [56]. Недавно, другой содержащий WD- повтор белок - HJURP был идентифицирован  в качестве одного из CenpA - шаперонов у млекопитающих [57, 58]. Гистоновый шаперон NAP1 взаимодействует с H2A-H2B и H2A.Z-H2B димерами in vivo [40, 59], тогда как Chz1 специфичен для H2A.Z-H2B димеров [60].

 

АТФ-зависимые факторы сборки хроматина

 

Несмотря на существенную роль гистоновых шаперонов, биохимические исследования процесса сборки хроматина in vitro показали, что это АТФ-зависимый процесс, и он требует участия гидролизующих АТФ хроматин-ремоделирующих моторных белков [61]. Эти факторы увеличивают эффективность включения гистонов в хроматин, а также регулируют расстояние между нуклеосомами в хроматине[61-65]. Недавно было показано, что в то время как гистоновые шапероны опосредуют формирование пре-нуклеосомных структур, АТФ-зависимые факторы необходимы для их преобразования в периодические повторы зрелых нуклеосом [66]. Более того, участие АТФ-зависимых факторов в сборке зрелых нуклеосом (хроматин-ассемблирующая активность) и в ремоделировании хроматина (определении расстояний между нуклеосомами) обусловлены функционально различными активностями этих белков [67].   Все известные факторы, способные к АТФ-зависимому ассемблированию хроматина in vitro, содержат хроматин-ремоделирующие белки ISWI или CHD1 в качестве каталитических субъединиц.

 

Факторы сборки

 

АТФ-зависимая сборка протяженных периодических повторов нуклеосом была показана in vitro также для факторов ACF (ATP-utilizing chromatin assembly and remodeling factor [61, 68] и CHRAC (chromatin-accessibility-complex[69] дрозофилы, а также комплекса RSF (remodeling and spacing factor [70]  из клеток человека. Каталитическая субъединица каждого из этих комплексов относится к ISWI подсемейству SNF2-подобных белков. Недавно выявлен новый АТФ-зависимый фактор сборки хроматина - комплекс ToRC,  образованный белками Toutatis, CtBP и ISWI [71]. Хромодомен-содержащий белок CHD1 дрозофилы катализирует сборку периодических повторов нуклеосом in vitro [65]. CHD1 относится к CHD подсемейству  SNF2-подобных АТФаз,  родственному  ISWI подсемейству.

 

Фактор сборки и ремоделирования хроматина ACF/CHRAC

Фактор ACF (ATP-utilizing Chromatin assembly and remodeling Factor) дрозофилы является первым идентифицированным и наиболее хорошо охарактеризованным АТФ-зависимым фактором сборки хроматина  [61, 68]. Этот фактор состоит из двух субъединиц – ACF1 и ISWI. В присутствии гистонового шаперона NAP1 и АТФ реконструированный из рекомбинантных белков фактор ACF способен собирать протяженные регулярные повторы нуклеосом из ДНК и гистонов [62]. Очень сходными биохимическими активностями обладает фактор CHRAC (CHRomatin Accessibility Complex), который помимо ACF1 и ISWI содержит две дополнительные малые субъединицы -  CHRAC14 и CHRAC16 [63, 69, 72]. Оба фактора присутствуют и у человека [73, 74]. Нуль-мутанты у дрозофилы по гену Аcf1 проявляют дефекты в образовании гетерохроматина и подавлении транскрипции генов. В клеточных экстрактах, полученных из мутантных эмбрионов, обнаруживается редуцированная АТФ-зависимая активность сборки хроматина [75]. ACF является хроматин-собирающим фактором, участвующим в формировании и поддержании «молчащей» структуры хроматина [38].

 

АТФ-зависимый фактор сборки и ремоделирования хроматина RSF

Изначально АТФ-зависимый фактор сборки и ремоделирования хроматина RSF (remodeling and spacing factor) был выделен из культуры клеток человека как вспомогательный фактор транскрипции [73]. Комплекс является гетеродимером, в состав которого входят две субъединицы: Rsf-1 и hSNF2H, которые гомологичны белкам dRsf-1 и ISWI у дрозофилы [76]. Комплекс RSF может не только ремоделировать хроматин, но и способен собирать его in vitro [64]. Субъединица Rsf-1 способна самостоятельно собирать нуклеосомы с помошью своей собственной активности и без участия гистоновых шаперонов, однако, упорядоченная нуклеосомная структура образуется в результате работы целого АТФ-зависимого фактора hSNF2H-Rsf-1 [64]. Показано, что АТФ-зависимый хроматин-ремоделирующий фактор RSF вовлечён в сборку и поддержание центромерного хроматина у позвоночных [77]; [78]. Амплификация гена Rsf-1 связана с развитием рака яичников, а образование Rsf-1/Hsnf2H комплекса в опухолевых клетках может приводить к повышению их выживаемости и росту карциномы яичников [79]; [80]; [81]

 

 

Комплексы NoRC и ToRC

Недавно выявлен новый АТФ-зависимый фактор сборки хроматина - комплекс ToRC, образованный белками Toutatis (Tou), ISWI и белком ко-репрессором транскрипции CtBP [71]. Сходство доменной структуры белков Tou и Acf1 позволяли предположить, что Tou также может быть компонентом хроматин-собирающего комплекса. Действительно, было установлено, что комплекс ToRC, в сочетании с гистоновым шапероном NAP-1, способствуют осуществлению АТФ-зависимой сборки протяженных периодических нуклеосомных повторов in vitro. Наличие всех трех компонентов комплекса ToRC необходимо для его оптимальной ферментативной активности. Комплекс ToRC является консервативным в эволюции: аналогичный комплекс hToRC, состоящий из белков hCtBP, TIP5 и SNF2h был выделен и из клеток человека. Белок дрозофилы Toutatis, является гомологом TIP5 субъединицы комплекса NoRC млекопитающих. Комплекс NoRC, образованный белками TIP5 и SNF2h существляет подавление транскрипции генов рРНК (mammalian Nucleolar Remodeling Complex), [82] [83]. Комплекс NoRC привлекает ДНК метилтрансферазу (Dnmt), и гистон-деацетилазы (HDAC1) к промоторным областям генов рДНК и вызывает метилирование лизина 9 и деметилирование лизина 4 в гистоне Н3, приводя к формированию факультативного гетерохроматина.

АТФ-зависимый фактор сборки и ремоделирования хроматина Chd1

CHD1 (Chromo-ATPase/Helicase-DNA-binding protein 1) относится к CHD подсемейству SNF2-подобных АТФаз, родственному ISWI подсемейству, и характеризуется наличием трех мотивов. На N-конце находятся тандемные хромодомены, распознающие ди- или триметилированный в позиции Lys4 гистон H3 (или H3.3), являющийся меткой активного хроматина. В центре белковой структуры расположен SNF2-подобный АТФ-азный домен, а далее – ДНК-связывающий домен.

СHD1

Фактор Сhd1 является особенно интересным, потому что он является одним из компонентов системы контроля транскрипции различных генов, и нарушения в его работе связывают с развитием ряда тяжелых заболеваний человека. Известно, что гены Chd1 и Chd2 млекопитающих, гомологичные Chd1 дрозофилы, являются онкогенами. Мутации в гене Chd1 связаны с раком простаты [84]; [85]; [86]. Сhd1 рассматривают и как ген, мутации которого могут способствовать развитию рака груди [87]. Делеция Chd2 у мышей вызывает предрасположенность к лимфомам [88]. Наконец, фактор Chd1 и взаимодействующие с ним гистоновые шапероны HIRA, Asf1 и Spt6 контролируют «молчание» копий вирусов, интегрированных в активно-транскрибирующиеся участки генома [89]; [90]. Кроме того, было показано, что белок Chd1 регулирует различия между плюрипотентным и мультипотентным состоянием эмбриональных стволовых клеток [91].

 

CHD1 изначально был охарактеризован как хроматин-ремоделирующий белок, связывающийся с регионами активной транскрипции – пуфами и междисками в политенных хромосомах личинок третьего возраста Drosophila [92]. Исследования на дрожжах и на культуре клеток человека показали, что при коиммуопреципитации Chd1 выделяется в комплексе с различными факторами элонгации транскрипции и с компонентами системы сплайсинга. Chd1 участвует в регуляции элонгации и терминации транскрипции [93]; [94]; [95]; [96]; [97].

 

Исследование функций Chd1 in vivo у Drosophila melanogaster показало, что белок играет существенную роль в раннем развитии дрозофилы. Chd1 необходим для независимого от транскрипции и репликации включения вариантного гистона H3.3 в отцовский пронуклеус в процессе реорганизации хроматина спермия, а также для сборки H3.3-содержащего хроматина на более поздних этапах эмбриогенеза [98].

Взрослые особи Drosophila с нефункционирующим CHD1 выживают, но стерильны. Стерильность у самок приводит к 100% материнскому эффекту смертности эмбрионов и неспособности отцовского генома преодолеть первый зиготический митоз, в результате чего образуются нежизнеспособные гаплоидные эмбрионы [98]. В процессе образования мужского пронуклеуса происходит удаление протаминов, после чего следует независимая от репликации сборка хроматина отцовского генома - в деконденсирующийся спермий включается не канонический, а вариантный гистон H3.3 - и именно этот процесс нарушен у нуль – мутантных по гену Chd1особей. Аналогичный фенотип был обнаружен у мутантов по Н3.3- специфичному шаперону HIRA, который также необходим для репликативно- независимой сборки хроматина в мужском пронуклеусе [99].  В отличии от Hira - мутантных яиц, у которых мужской нуклеус лишен гистонов,  в мужском пронуклеусе chd1 мутантных эмбрионов  на периферии ядра детектируются гистоны, однако они не встраиваются в хроматин.

 

Конев

 

Методами коиммунопреципитации было показано, что CHD1 и HIRA  физически взаимодействуют друг с другом. Таким образом, CHD1 кооперирует с HIRA для осуществления быстрой и эффективной RI сборки нуклеосом, как показано на рисунке.

 

Модель АТФ-зависимой сборки нуклеосом в мужском пронуклеусе дрозофилы с помощью CHD1 и HIRA.

 

 Данное исследование выявило, что CHD1 является ключевым фактором в независимой от репликации сборке хроматина и впервые продемонстрировало необходимость  АТФ-зависимых факторов для сборки хроматина in vivo.

Таким образом, исследования функций факторов сборки хроматина in vivo показывают, что АТФ-зависимые хроматин-ремоделирующие факторы, такие как CHD1, участвуют не только в ремоделировании существующего хроматина, но и в сборке хроматина из ДНК и гистонов de novo.

 

 

Роль преобразований хроматина в репарации повреждений ДНК

 

В клетке молекула ДНК постоянно испытывает повреждающее воздействие внутренних и внешних факторов. Система репарации ДНК осуществляет исправление повреждений молекулы ДНК и тем самым обеспечивает поддержание стабильности генома.

 

В настоящее время картина функционирования репарационных механизмов постоянно расширяется за счет информации о процессах, связанных с изменением структуры хроматина во время исправления повреждений ДНК. Преобразования хроматина необходимы для обеспечения доступности поврежденной ДНК для репаративных ферментов. Однако исследования последних лет показали, что различные преобразования структуры хроматина являются также важнейшим механизмом регуляции процессов репарации на всех ее этапах и сигнализации о ее завершении [100, 101]. Преобразования хроматина в процессе репарации повреждений ДНК происходят в ходе таких процессов, как 1) распознавание повреждения ДНК и сигнализация о повреждении; 2) раскрытие хроматина для репарации повреждения; 3) восстановление хроматина после завершения репарации ДНК и сигнализация о завершении репарации.

 

АРР модель

На этапе “узнавания повреждения” происходит ослабление связи “ДНК-гистон”, что приводит к снижению компактизации хроматина и возможности последующего удаления нуклеосом из района повреждения. Снижение компактизации хроматина обеспечивается при помощи таких модификаций гистонов как: моно- и дифосфорилирование, метилирование и убиквитинилирование [102, 103].

 

поврежд1

На этапе “узнавания” о повреждении ключевым ответным хроматин-ассоциированным событием на возникновение двунитевого разрыва (ДР) ДНК является фосфорилирование вариантных гистонов Н2Аv и Н2АХ у дрозофилы и млекопитающих, соответственно, и гистона Н2А дрожжей, которое происходит в течении нескольких минут после повреждения ДНК . Фосфорилированный гистон Н2АХ (γ-H2AX ) является ключевым фактором амплификации сигнала о повреждении и образует платформу для привлечения репаративных и чекпойнтных белков, а также когезинов [104-106]. Хотя фосфорилирование гистона Н2АХ не является необходимым для изначального рекрутирования репапативных, хроматин-ремоделирующих и чекпойнтных белков к сайтам ДР, оно требуется для их аккумуляции и сохранения в районе ДР и для амплификации сигнала [107, 108]. Мыши, у которых отсутствует гистон Н2АХ, являются радиочувствительными и характеризуются повышенной частотой хромосомных аберраций [109]. Фосфорилирование Н2АХ осуществляется ATM, ATR-киназами и ДНК-зависимой протеинкиназой (DNA-PK) [110-112]. Для осуществления фосфорилирования гистона Н2АХ на ранних этапах репарации необходимо привлечение хроматин-ремоделирующих факторов SWI/SNF семейства: комплексов INO80 и SWR1 [113, 114]. Белок – медиатор MDC1 взаимодействует с γ-H2AX и привлекает АТМ-киназу для его дальнейшего локального фосфорилирования [115]. В результате происходит распространение γ-H2AX доменов на значительные расстояния (до 2 Мпн) и поддержание сигнала до завершения репарации. Независимо от фосфорилирования гистона Н2А происходит привлечение к точке разрыва еще однго ХРФ семейства SW/SNF – RSC, являющегося одним из наиболее ранних сенсоров повреждения ДНК [116-118]. Помимо фосфорилирования гистона H2AX на этапе распознавания повреждения и амплификации сигнала происходит целый каскад различных модификаций гистонов: метилирование Н4 [119], убиквитинилирование лизина 123 гистона Н2В у дрожжей [120, 121], метилирование лизина 79 гистона Н3 Dot1-метилтрансферазой [122].

 

преобразования2

 

На этапе “распаковки” хроматина  гистон ацетилтрансферазные комплексы dHAT1, hTip60 и yNuA4 ацетилируют лизины в N-терминальных доменах гистонов Н3 и Н4, дестабилизируя нуклеосомную структуру и тем самым обеспечивая доступность повреждения для репарационных комплексов [123-125]. Комплексы RSC и INO80 осуществляют удаление нуклеосом с концов ДР ДНК [126, 127].

 

На завершающем этапе репарации происходит удаление модификаций, связанных с маркированием повреждений ДНК и восстановление структуры хроматина, характерной для данных районов хроматина до возникновения повреждения. В удалении фосфорилированных гистонов Н2А задействован SWR1 комплекс и действует он как антогонист INO80 [128]. У дрозофилы для удаления фосфорилированного гистона Н2Аv из хроматина необходим гистонацетилазный комплекс Tip60, содержащий АТФ-азу Domino (гомолог SWR1) [124]. Деацетилирование гистонов протекает при помощи таких гистонацетилазных комплексов как: Sin3/Rpd3, Sir2, и Hst1 у дрожжей [129, 130] и Hdac3 у млекопитающих [131].

 

 

3

Заключением в репарационном процессе является восстановлении хроматиновой структуры, т. е. сборка упорядоченной нуклеосомной последовательности. Кроме того, должен быть восстановлен ландшафт эпигенетических модификаций, характерных для данных районов хроматина до возникновения повреждения. Восстановление структуры хроматина по завершению репарации является крайне важным, но и наименее изученным этапом в процессах преобразований хроматина в ходе репарации. В исследованиях на дрожжах показано, что репарация ДНР ДНК сопровождается выбросами из хроматина значительного числа нуклеосом в результате действия INO80 и RSC [132]. Ацетилирование лизина 56 в гистоне Н3 играет критическую роль в сборке  нуклеосом по завершении репарации ДНР [133].   Гистоновые шапероны CAF1, Asf1, и FACT рекрутируются к сайтам повреждения ДНК и необходимы для введения гистонов в состав хроматина после завершения репарации [134-137].

Предполагается, что именно восстановление структуры хроматина, а не репарация повреждений сама по себе, является сигналом, указывающим клетке, что репарация завершена [138].

 

 

 

ЛИТЕРАТУРА

 

 

1. Adkins N. L., Watts M., Georgel P. T. To the 30-nm chromatin fiber and beyond // Biochim Biophys Acta. ‒ 2004. ‒ T. 1677, № 1-3. ‒ C. 12-23.

2. Grimaud C., Negre N., Cavalli G. From genetics to epigenetics: the tale of Polycomb group and trithorax group genes // Chromosome Res. ‒ 2006. ‒ T. 14, № 4. ‒ C. 363-75.

3. Wang G. G., Allis C. D., Chi P. Chromatin remodeling and cancer, Part I: Covalent histone modifications // Trends Mol Med. ‒ 2007. ‒ T. 13, № 9. ‒ C. 363-72.

4. Wang G. G., Allis C. D., Chi P. Chromatin remodeling and cancer, Part II: ATP-dependent chromatin remodeling // Trends Mol Med. ‒ 2007. ‒ T. 13, № 9. ‒ C. 373-80.

5. Taverna S. D., Li H., Ruthenburg A. J., Allis C. D., Patel D. J. How chromatin-binding modules interpret histone modifications: lessons from professional pocket pickers // Nat Struct Mol Biol. ‒ 2007. ‒ T. 14, № 11. ‒ C. 1025-40.

6. Jenuwein T., Allis C. D. Translating the histone code // Science. ‒ 2001. ‒ T. 293, № 5532. ‒ C. 1074-80.

7. Lusser A., Kolle D., Loidl P. Histone acetylation: lessons from the plant kingdom // Trends Plant Sci. ‒ 2001. ‒ T. 6, № 2. ‒ C. 59-65.

8. Turner B. M. Histone acetylation and an epigenetic code // Bioessays. ‒ 2000. ‒ T. 22, № 9. ‒ C. 836-45.

9. Grewal S. I., Elgin S. C. Heterochromatin: new possibilities for the inheritance of structure // Curr Opin Genet Dev. ‒ 2002. ‒ T. 12, № 2. ‒ C. 178-87.

10. Imhof A. Histone modifications--marks for gene expression? // Adv Exp Med Biol. ‒ 2003. ‒ T. 544. ‒ C. 169-80.

11. Kingston R. E., Narlikar G. J. ATP-dependent remodeling and acetylation as regulators of chromatin fluidity // Genes Dev. ‒ 1999. ‒ T. 13, № 18. ‒ C. 2339-52.

12. Eberharter A., Ferrari S., Langst G., Straub T., Imhof A., Varga-Weisz P., Wilm M., Becker P. B. Acf1, the largest subunit of CHRAC, regulates ISWI-induced nucleosome remodelling // EMBO J. ‒ 2001. ‒ T. 20, № 14. ‒ C. 3781-8.

13. Becker P. B., Horz W. ATP-dependent nucleosome remodeling // Annu Rev Biochem. ‒ 2002. ‒ T. 71. ‒ C. 247-73.

14. Lusser A., Kadonaga J. T. Chromatin remodeling by ATP-dependent molecular machines // Bioessays. ‒ 2003. ‒ T. 25, № 12. ‒ C. 1192-200.

15. Korber P., Horz W. SWRred not shaken; mixing the histones // Cell. ‒ 2004. ‒ T. 117, № 1. ‒ C. 5-7.

16. Morettini S., Podhraski V., Lusser A. ATP-dependent chromatin remodeling enzymes and their various roles in cell cycle control // Front Biosci. ‒ 2008. ‒ T. 13. ‒ C. 5522-32.

17. Racki L. R., Narlikar G. J. ATP-dependent chromatin remodeling enzymes: two heads are not better, just different // Curr Opin Genet Dev. ‒ 2008. ‒ T. 18, № 2. ‒ C. 137-44.

18. Strahl B. D., Allis C. D. The language of covalent histone modifications // Nature. ‒ 2000. ‒ T. 403, № 6765. ‒ C. 41-5.

19. Rosenfeld S. Characteristics of transcriptional activity in nonlinear dynamics of genetic regulatory networks // Gene Regul Syst Bio. ‒ 2009. ‒ T. 3. ‒ C. 159-79.

20. Paro R. Propagating memory of transcriptional states // Trends Genet. ‒ 1995. ‒ T. 11, № 8. ‒ C. 295-7.

21. Dou Y., Gorovsky M. A. Phosphorylation of linker histone H1 regulates gene expression in vivo by creating a charge patch // Mol Cell. ‒ 2000. ‒ T. 6, № 2. ‒ C. 225-31.

22. Becker P. B., Workman J. L. Nucleosome remodeling and epigenetics // Cold Spring Harb Perspect Biol. ‒ 2013. ‒ T. 5, № 9.

23. Flaus A., Martin D. M., Barton G. J., Owen-Hughes T. Identification of multiple distinct Snf2 subfamilies with conserved structural motifs // Nucleic Acids Res. ‒ 2006. ‒ T. 34, № 10. ‒ C. 2887-905.

24. Clapier C. R., Cairns B. R. The biology of chromatin remodeling complexes // Annu Rev Biochem. ‒ 2009. ‒ T. 78. ‒ C. 273-304.

25. Piatti P., Zeilner A., Lusser A. ATP-Dependent Chromatin Remodeling Factors and Their Roles in Affecting Nucleosome Fiber Composition // Int J Mol Sci. ‒ 2011. ‒ T. 12, № 10. ‒ C. 6544-65.

26. Henikoff S., Ahmad K. Assembly of variant histones into chromatin // Annu Rev Cell Dev Biol. ‒ 2005. ‒ T. 21. ‒ C. 133-53.

27. Kusch T., Workman J. L. Histone variants and complexes involved in their exchange // Subcell Biochem. ‒ 2007. ‒ T. 41. ‒ C. 91-109.

28. Jin J., Cai Y., Li B., Conaway R. C., Workman J. L., Conaway J. W., Kusch T. In and out: histone variant exchange in chromatin // Trends Biochem Sci. ‒ 2005. ‒ T. 30, № 12. ‒ C. 680-7.

29. Ng R. K., Gurdon J. B. Epigenetic memory of an active gene state depends on histone H3.3 incorporation into chromatin in the absence of transcription // Nat Cell Biol. ‒ 2008. ‒ T. 10, № 1. ‒ C. 102-9.

30. Allshire R. C., Karpen G. H. Epigenetic regulation of centromeric chromatin: old dogs, new tricks? // Nat Rev Genet. ‒ 2008. ‒ T. 9, № 12. ‒ C. 923-37.

31. Torras-Llort M., Moreno-Moreno O., Azorin F. Focus on the centre: the role of chromatin on the regulation of centromere identity and function // EMBO J. ‒ 2009. ‒ T. 28, № 16. ‒ C. 2337-48.

32. Greaves I. K., Rangasamy D., Ridgway P., Tremethick D. J. H2A.Z contributes to the unique 3D structure of the centromere // Proc Natl Acad Sci U S A. ‒ 2007. ‒ T. 104, № 2. ‒ C. 525-30.

33. Zhang W., Karpen G. H. Drosophila histone variant H2Av localizes to centromeres and regulates normal localization of centromeric histone H3 variant CENP-A/CID // Program and Abstracts. 49th Annual Drosophila Research Conference, San Diego, CA, 2008. ‒ 2008. ‒ C. 118.

34. Krude T., Keller C. Chromatin assembly during S phase: contributions from histone deposition, DNA replication and the cell division cycle // Cell Mol Life Sci. ‒ 2001. ‒ T. 58, № 5-6. ‒ C. 665-72.

35. Vincent J. A., Kwong T. J., Tsukiyama T. ATP-dependent chromatin remodeling shapes the DNA replication landscape // Nat Struct Mol Biol. ‒ 2008. ‒ T. 15, № 5. ‒ C. 477-84.

36. Mello J. A., Almouzni G. The ins and outs of nucleosome assembly // Curr Opin Genet Dev. ‒ 2001. ‒ T. 11, № 2. ‒ C. 136-41.

37. Tyler J. K. Chromatin assembly. Cooperation between histone chaperones and ATP-dependent nucleosome remodeling machines // Eur J Biochem. ‒ 2002. ‒ T. 269, № 9. ‒ C. 2268-74.

38. Haushalter K. A., Kadonaga J. T. Chromatin assembly by DNA-translocating motors // Nat Rev Mol Cell Biol. ‒ 2003. ‒ T. 4, № 8. ‒ C. 613-20.

39. Polo S. E., Almouzni G. Chromatin assembly: a basic recipe with various flavours // Curr Opin Genet Dev. ‒ 2006. ‒ T. 16, № 2. ‒ C. 104-11.

40. Ito T., Bulger M., Kobayashi R., Kadonaga J. T. Drosophila NAP-1 is a core histone chaperone that functions in ATP-facilitated assembly of regularly spaced nucleosomal arrays // Mol Cell Biol. ‒ 1996. ‒ T. 16, № 6. ‒ C. 3112-24.

41. Rodriguez P., Pelletier J., Price G. B., Zannis-Hadjopoulos M. NAP-2: histone chaperone function and phosphorylation state through the cell cycle // J Mol Biol. ‒ 2000. ‒ T. 298, № 2. ‒ C. 225-38.

42. Tagami H., Ray-Gallet D., Almouzni G., Nakatani Y. Histone H3.1 and H3.3 complexes mediate nucleosome assembly pathways dependent or independent of DNA synthesis // Cell. ‒ 2004. ‒ T. 116, № 1. ‒ C. 51-61.

43. Verreault A. De novo nucleosome assembly: new pieces in an old puzzle // Genes Dev. ‒ 2000. ‒ T. 14, № 12. ‒ C. 1430-8.

44. Shibahara K., Stillman B. Replication-dependent marking of DNA by PCNA facilitates CAF-1-coupled inheritance of chromatin // Cell. ‒ 1999. ‒ T. 96, № 4. ‒ C. 575-85.

45. Ridgway P., Almouzni G. CAF-1 and the inheritance of chromatin states: at the crossroads of DNA replication and repair // J Cell Sci. ‒ 2000. ‒ T. 113 ( Pt 15). ‒ C. 2647-58.

46. Ishimi Y., Hirosumi J., Sato W., Sugasawa K., Yokota S., Hanaoka F., Yamada M. Purification and initial characterization of a protein which facilitates assembly of nucleosome-like structure from mammalian cells // Eur J Biochem. ‒ 1984. ‒ T. 142, № 3. ‒ C. 431-9.

47. Ishimi Y., Kikuchi A. Identification and molecular cloning of yeast homolog of nucleosome assembly protein I which facilitates nucleosome assembly in vitro // J Biol Chem. ‒ 1991. ‒ T. 266, № 11. ‒ C. 7025-9.

48. Spector M. S., Raff A., DeSilva H., Lee K., Osley M. A. Hir1p and Hir2p function as transcriptional corepressors to regulate histone gene transcription in the Saccharomyces cerevisiae cell cycle // Mol Cell Biol. ‒ 1997. ‒ T. 17, № 2. ‒ C. 545-52.

49. Smith T. F., Gaitatzes C., Saxena K., Neer E. J. The WD repeat: a common architecture for diverse functions // Trends Biochem Sci. ‒ 1999. ‒ T. 24, № 5. ‒ C. 181-5.

50. Roberts C., Sutherland H. F., Farmer H., Kimber W., Halford S., Carey A., Brickman J. M., Wynshaw-Boris A., Scambler P. J. Targeted mutagenesis of the Hira gene results in gastrulation defects and patterning abnormalities of mesoendodermal derivatives prior to early embryonic lethality // Mol Cell Biol. ‒ 2002. ‒ T. 22, № 7. ‒ C. 2318-28.

51. Ray-Gallet D., Quivy J. P., Scamps C., Martini E. M., Lipinski M., Almouzni G. HIRA is critical for a nucleosome assembly pathway independent of DNA synthesis // Mol Cell. ‒ 2002. ‒ T. 9, № 5. ‒ C. 1091-100.

52. Munakata T., Adachi N., Yokoyama N., Kuzuhara T., Horikoshi M. A human homologue of yeast anti-silencing factor has histone chaperone activity // Genes Cells. ‒ 2000. ‒ T. 5, № 3. ‒ C. 221-33.

53. Henikoff S. Nucleosome destabilization in the epigenetic regulation of gene expression // Nat Rev Genet. ‒ 2008. ‒ T. 9, № 1. ‒ C. 15-26.

54. Le S., Davis C., Konopka J. B., Sternglanz R. Two new S-phase-specific genes from Saccharomyces cerevisiae // Yeast. ‒ 1997. ‒ T. 13, № 11. ‒ C. 1029-42.

55. Tyler J. K., Adams C. R., Chen S. R., Kobayashi R., Kamakaka R. T., Kadonaga J. T. The RCAF complex mediates chromatin assembly during DNA replication and repair // Nature. ‒ 1999. ‒ T. 402, № 6761. ‒ C. 555-60.

56. Furuyama T., Dalal Y., Henikoff S. Chaperone-mediated assembly of centromeric chromatin in vitro // Proc Natl Acad Sci U S A. ‒ 2006. ‒ T. 103, № 16. ‒ C. 6172-7.

57. Dunleavy E. M., Roche D., Tagami H., Lacoste N., Ray-Gallet D., Nakamura Y., Daigo Y., Nakatani Y., Almouzni-Pettinotti G. HJURP is a cell-cycle-dependent maintenance and deposition factor of CENP-A at centromeres // Cell. ‒ 2009. ‒ T. 137, № 3. ‒ C. 485-97.

58. Foltz D. R., Jansen L. E., Bailey A. O., Yates J. R., 3rd, Bassett E. A., Wood S., Black B. E., Cleveland D. W. Centromere-specific assembly of CENP-a nucleosomes is mediated by HJURP // Cell. ‒ 2009. ‒ T. 137, № 3. ‒ C. 472-84.

59. Mizuguchi G., Shen X., Landry J., Wu W. H., Sen S., Wu C. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex // Science. ‒ 2004. ‒ T. 303, № 5656. ‒ C. 343-8.

60. Luk E., Vu N. D., Patteson K., Mizuguchi G., Wu W. H., Ranjan A., Backus J., Sen S., Lewis M., Bai Y., Wu C. Chz1, a nuclear chaperone for histone H2AZ // Mol Cell. ‒ 2007. ‒ T. 25, № 3. ‒ C. 357-68.

61. Ito T., Bulger M., Pazin M. J., Kobayashi R., Kadonaga J. T. ACF, an ISWI-containing and ATP-utilizing chromatin assembly and remodeling factor // Cell. ‒ 1997. ‒ T. 90, № 1. ‒ C. 145-55.

62. Ito T., Levenstein M. E., Fyodorov D. V., Kutach A. K., Kobayashi R., Kadonaga J. T. ACF consists of two subunits, Acf1 and ISWI, that function cooperatively in the ATP-dependent catalysis of chromatin assembly // Genes Dev. ‒ 1999. ‒ T. 13, № 12. ‒ C. 1529-39.

63. Varga-Weisz P. D., Wilm M., Bonte E., Dumas K., Mann M., Becker P. B. Chromatin-remodelling factor CHRAC contains the ATPases ISWI and topoisomerase II // Nature. ‒ 1997. ‒ T. 388, № 6642. ‒ C. 598-602.

64. Loyola A., LeRoy G., Wang Y. H., Reinberg D. Reconstitution of recombinant chromatin establishes a requirement for histone-tail modifications during chromatin assembly and transcription // Genes Dev. ‒ 2001. ‒ T. 15, № 21. ‒ C. 2837-51.

65. Lusser A., Urwin D. L., Kadonaga J. T. Distinct activities of CHD1 and ACF in ATP-dependent chromatin assembly // Nat Struct Mol Biol. ‒ 2005. ‒ T. 12, № 2. ‒ C. 160-6.

66. Torigoe S. E., Urwin D. L., Ishii H., Smith D. E., Kadonaga J. T. Identification of a rapidly formed nonnucleosomal histone-DNA intermediate that is converted into chromatin by ACF // Mol Cell. ‒ 2011. ‒ T. 43, № 4. ‒ C. 638-48.

67. Torigoe S. E., Patel A., Khuong M. T., Bowman G. D., Kadonaga J. T. ATP-dependent chromatin assembly is functionally distinct from chromatin remodeling // Elife. ‒ 2013. ‒ T. 2. ‒ C. e00863.

68. Fyodorov D. V., Kadonaga J. T. Chromatin assembly in vitro with purified recombinant ACF and NAP-1 // Methods Enzymol. ‒ 2003. ‒ T. 371. ‒ C. 499-515.

69. Kukimoto I., Elderkin S., Grimaldi M., Oelgeschlager T., Varga-Weisz P. D. The histone-fold protein complex CHRAC-15/17 enhances nucleosome sliding and assembly mediated by ACF // Mol Cell. ‒ 2004. ‒ T. 13, № 2. ‒ C. 265-77.

70. Loyola A., Huang J. Y., LeRoy G., Hu S., Wang Y. H., Donnelly R. J., Lane W. S., Lee S. C., Reinberg D. Functional analysis of the subunits of the chromatin assembly factor RSF // Mol Cell Biol. ‒ 2003. ‒ T. 23, № 19. ‒ C. 6759-68.

71. Emelyanov A. V., Vershilova E., Ignatyeva M. A., Pokrovsky D. K., Lu X., Konev A. Y., Fyodorov D. V. Identification and characterization of ToRC, a novel ISWI-containing ATP-dependent chromatin assembly complex // Genes Dev. ‒ 2012. ‒ T. 26, № 6. ‒ C. 603-14.

72. Hartlepp K. F., Fernandez-Tornero C., Eberharter A., Grune T., Muller C. W., Becker P. B. The histone fold subunits of Drosophila CHRAC facilitate nucleosome sliding through dynamic DNA interactions // Mol Cell Biol. ‒ 2005. ‒ T. 25, № 22. ‒ C. 9886-96.

73. LeRoy G., Loyola A., Lane W. S., Reinberg D. Purification and characterization of a human factor that assembles and remodels chromatin // J Biol Chem. ‒ 2000. ‒ T. 275, № 20. ‒ C. 14787-90.

74. Poot R. A., Dellaire G., Hulsmann B. B., Grimaldi M. A., Corona D. F., Becker P. B., Bickmore W. A., Varga-Weisz P. D. HuCHRAC, a human ISWI chromatin remodelling complex contains hACF1 and two novel histone-fold proteins // EMBO J. ‒ 2000. ‒ T. 19, № 13. ‒ C. 3377-87.

75. Fyodorov D. V., Blower M. D., Karpen G. H., Kadonaga J. T. Acf1 confers unique activities to ACF/CHRAC and promotes the formation rather than disruption of chromatin in vivo // Genes Dev. ‒ 2004. ‒ T. 18, № 2. ‒ C. 170-83.

76. LeRoy G., Orphanides G., Lane W. S., Reinberg D. Requirement of RSF and FACT for transcription of chromatin templates in vitro // Science. ‒ 1998. ‒ T. 282, № 5395. ‒ C. 1900-4.

77. Okada M., Okawa K., Isobe T., Fukagawa T. CENP-H-containing complex facilitates centromere deposition of CENP-A in cooperation with FACT and CHD1 // Mol Biol Cell. ‒ 2009. ‒ T. 20, № 18. ‒ C. 3986-95.

78. Perpelescu M., Nozaki N., Obuse C., Yang H., Yoda K. Active establishment of centromeric CENP-A chromatin by RSF complex // J Cell Biol. ‒ 2009. ‒ T. 185, № 3. ‒ C. 397-407.

79. Shih Ie M., Sheu J. J., Santillan A., Nakayama K., Yen M. J., Bristow R. E., Vang R., Parmigiani G., Kurman R. J., Trope C. G., Davidson B., Wang T. L. Amplification of a chromatin remodeling gene, Rsf-1/HBXAP, in ovarian carcinoma // Proc Natl Acad Sci U S A. ‒ 2005. ‒ T. 102, № 39. ‒ C. 14004-9.

80. Davidson B., Trope C. G., Wang T. L., Shih Ie M. Expression of the chromatin remodeling factor Rsf-1 is upregulated in ovarian carcinoma effusions and predicts poor survival // Gynecol Oncol. ‒ 2006. ‒ T. 103, № 3. ‒ C. 814-9.

81. Mao T. L., Hsu C. Y., Yen M. J., Gilks B., Sheu J. J., Gabrielson E., Vang R., Cope L., Kurman R. J., Wang T. L., Shih Ie M. Expression of Rsf-1, a chromatin-remodeling gene, in ovarian and breast carcinoma // Hum Pathol. ‒ 2006. ‒ T. 37, № 9. ‒ C. 1169-75.

82. Santoro R., Grummt I. Molecular mechanisms mediating methylation-dependent silencing of ribosomal gene transcription // Mol Cell. ‒ 2001. ‒ T. 8, № 3. ‒ C. 719-25.

83. Santoro R., Li J., Grummt I. The nucleolar remodeling complex NoRC mediates heterochromatin formation and silencing of ribosomal gene transcription // Nat Genet. ‒ 2002. ‒ T. 32, № 3. ‒ C. 393-6.

84. Huang S., Gulzar Z. G., Salari K., Lapointe J., Brooks J. D., Pollack J. R. Recurrent deletion of CHD1 in prostate cancer with relevance to cell invasiveness // Oncogene. ‒ 2012. ‒ T. 31, № 37. ‒ C. 4164-70.

85. Grasso C. S., Wu Y. M., Robinson D. R., Cao X., Dhanasekaran S. M., Khan A. P., Quist M. J., Jing X., Lonigro R. J., Brenner J. C., Asangani I. A., Ateeq B., Chun S. Y., Siddiqui J., Sam L., Anstett M., Mehra R., Prensner J. R., Palanisamy N., Ryslik G. A., Vandin F., Raphael B. J., Kunju L. P., Rhodes D. R., Pienta K. J., Chinnaiyan A. M., Tomlins S. A. The mutational landscape of lethal castration-resistant prostate cancer // Nature. ‒ 2012. ‒ T. 487, № 7406. ‒ C. 239-43.

86. Seton-Rogers S. Prostate cancer. Mutational consequences // Nat Rev Cancer. ‒ 2012. ‒ T. 12, № 7. ‒ C. 450-1.

87. Stephens P. J., Tarpey P. S., Davies H., Van Loo P., Greenman C., Wedge D. C., Nik-Zainal S., Martin S., Varela I., Bignell G. R., Yates L. R., Papaemmanuil E., Beare D., Butler A., Cheverton A., Gamble J., Hinton J., Jia M., Jayakumar A., Jones D., Latimer C., Lau K. W., McLaren S., McBride D. J., Menzies A., Mudie L., Raine K., Rad R., Chapman M. S., Teague J., Easton D., Langerod A., Oslo Breast Cancer C., Lee M. T., Shen C. Y., Tee B. T., Huimin B. W., Broeks A., Vargas A. C., Turashvili G., Martens J., Fatima A., Miron P., Chin S. F., Thomas G., Boyault S., Mariani O., Lakhani S. R., van de Vijver M., van 't Veer L., Foekens J., Desmedt C., Sotiriou C., Tutt A., Caldas C., Reis-Filho J. S., Aparicio S. A., Salomon A. V., Borresen-Dale A. L., Richardson A. L., Campbell P. J., Futreal P. A., Stratton M. R. The landscape of cancer genes and mutational processes in breast cancer // Nature. ‒ 2012. ‒ T. 486, № 7403. ‒ C. 400-4.

88. Nagarajan P., Onami T. M., Rajagopalan S., Kania S., Donnell R., Venkatachalam S. Role of chromodomain helicase DNA-binding protein 2 in DNA damage response signaling and tumorigenesis // Oncogene. ‒ 2009. ‒ T. 28, № 8. ‒ C. 1053-62.

89. Vanti M., Gallastegui E., Respaldiza I., Rodriguez-Gil A., Gomez-Herreros F., Jimeno-Gonzalez S., Jordan A., Chavez S. Yeast genetic analysis reveals the involvement of chromatin reassembly factors in repressing HIV-1 basal transcription // PLoS Genet. ‒ 2009. ‒ T. 5, № 1. ‒ C. e1000339.

90. Gallastegui E., Millan-Zambrano G., Terme J. M., Chavez S., Jordan A. Chromatin reassembly factors are involved in transcriptional interference promoting HIV latency // J Virol. ‒ 2011. ‒ T. 85, № 7. ‒ C. 3187-202.

91. Gaspar-Maia A., Alajem A., Polesso F., Sridharan R., Mason M. J., Heidersbach A., Ramalho-Santos J., McManus M. T., Plath K., Meshorer E., Ramalho-Santos M. Chd1 regulates open chromatin and pluripotency of embryonic stem cells // Nature. ‒ 2009. ‒ T. 460, № 7257. ‒ C. 863-8.

92. Stokes D. G., Tartof K. D., Perry R. P. CHD1 is concentrated in interbands and puffed regions of Drosophila polytene chromosomes // Proc Natl Acad Sci U S A. ‒ 1996. ‒ T. 93, № 14. ‒ C. 7137-42.

93. Kelley D. E., Stokes D. G., Perry R. P. CHD1 interacts with SSRP1 and depends on both its chromodomain and its ATPase/helicase-like domain for proper association with chromatin // Chromosoma. ‒ 1999. ‒ T. 108, № 1. ‒ C. 10-25.

94. Krogan N. J., Kim M., Ahn S. H., Zhong G., Kobor M. S., Cagney G., Emili A., Shilatifard A., Buratowski S., Greenblatt J. F. RNA polymerase II elongation factors of Saccharomyces cerevisiae: a targeted proteomics approach // Mol Cell Biol. ‒ 2002. ‒ T. 22, № 20. ‒ C. 6979-92.

95. Simic R., Lindstrom D. L., Tran H. G., Roinick K. L., Costa P. J., Johnson A. D., Hartzog G. A., Arndt K. M. Chromatin remodeling protein Chd1 interacts with transcription elongation factors and localizes to transcribed genes // EMBO J. ‒ 2003. ‒ T. 22, № 8. ‒ C. 1846-56.

96. Tai H. H., Geisterfer M., Bell J. C., Moniwa M., Davie J. R., Boucher L., McBurney M. W. CHD1 associates with NCoR and histone deacetylase as well as with RNA splicing proteins // Biochem Biophys Res Commun. ‒ 2003. ‒ T. 308, № 1. ‒ C. 170-6.

97. Sims R. J., 3rd, Millhouse S., Chen C. F., Lewis B. A., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Manley J. L., Reinberg D. Recognition of trimethylated histone H3 lysine 4 facilitates the recruitment of transcription postinitiation factors and pre-mRNA splicing // Mol Cell. ‒ 2007. ‒ T. 28, № 4. ‒ C. 665-76.

98. Konev A. Y., Tribus M., Park S. Y., Podhraski V., Lim C. Y., Emelyanov A. V., Vershilova E., Pirrotta V., Kadonaga J. T., Lusser A., Fyodorov D. V. CHD1 motor protein is required for deposition of histone variant H3.3 into chromatin in vivo // Science. ‒ 2007. ‒ T. 317, № 5841. ‒ C. 1087-90.

99. Loppin B., Bonnefoy E., Anselme C., Laurencon A., Karr T. L., Couble P. The histone H3.3 chaperone HIRA is essential for chromatin assembly in the male pronucleus // Nature. ‒ 2005. ‒ T. 437, № 7063. ‒ C. 1386-90.

100. Королев В. Г. Хроматин и репарация ДНК // Генетика. ‒ 2011. ‒ T. 47, № 4. ‒ C. 449-59.

101. Peterson C. L., Almouzni G. Nucleosome Dynamics as Modular Systems that Integrate DNA Damage and Repair // Cold Spring Harb Perspect Biol. ‒ 2013. ‒ T. 5, № 9.

102. Rossetto D., Truman A. W., Kron S. J., Cote J. Epigenetic modifications in double-strand break DNA damage signaling and repair // Clin Cancer Res. ‒ 2010. ‒ T. 16, № 18. ‒ C. 4543-52.

103. Sinha M., Peterson C. L. Chromatin dynamics during repair of chromosomal DNA double-strand breaks // Epigenomics. ‒ 2009. ‒ T. 1, № 2. ‒ C. 371-85.

104. Downs J. A., Lowndes N. F., Jackson S. P. A role for Saccharomyces cerevisiae histone H2A in DNA repair // Nature. ‒ 2000. ‒ T. 408, № 6815. ‒ C. 1001-4.

105. Rogakou E. P., Pilch D. R., Orr A. H., Ivanova V. S., Bonner W. M. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phosphorylation on serine 139 // J Biol Chem. ‒ 1998. ‒ T. 273, № 10. ‒ C. 5858-68.

106. Unal E., Arbel-Eden A., Sattler U., Shroff R., Lichten M., Haber J. E., Koshland D. DNA damage response pathway uses histone modification to assemble a double-strand break-specific cohesin domain // Mol Cell. ‒ 2004. ‒ T. 16, № 6. ‒ C. 991-1002.

107. Paull T. T., Rogakou E. P., Yamazaki V., Kirchgessner C. U., Gellert M., Bonner W. M. A critical role for histone H2AX in recruitment of repair factors to nuclear foci after DNA damage // Curr Biol. ‒ 2000. ‒ T. 10, № 15. ‒ C. 886-95.

108. van Attikum H., Gasser S. M. Crosstalk between histone modifications during the DNA damage response // Trends Cell Biol. ‒ 2009. ‒ T. 19, № 5. ‒ C. 207-17.

109. Celeste A., Petersen S., Romanienko P. J., Fernandez-Capetillo O., Chen H. T., Sedelnikova O. A., Reina-San-Martin B., Coppola V., Meffre E., Difilippantonio M. J., Redon C., Pilch D. R., Olaru A., Eckhaus M., Camerini-Otero R. D., Tessarollo L., Livak F., Manova K., Bonner W. M., Nussenzweig M. C., Nussenzweig A. Genomic instability in mice lacking histone H2AX // Science. ‒ 2002. ‒ T. 296, № 5569. ‒ C. 922-7.

110. Ward I. M., Chen J. Histone H2AX is phosphorylated in an ATR-dependent manner in response to replicational stress // J Biol Chem. ‒ 2001. ‒ T. 276, № 51. ‒ C. 47759-62.

111. Stiff T., O'Driscoll M., Rief N., Iwabuchi K., Lobrich M., Jeggo P. A. ATM and DNA-PK function redundantly to phosphorylate H2AX after exposure to ionizing radiation // Cancer Res. ‒ 2004. ‒ T. 64, № 7. ‒ C. 2390-6.

112. Sinha M. K., Garg R. K., Anuradha H. K., Agarwal A., Parihar A., Mandhani P. A. Paradoxical vision loss associated with optochiasmatic tuberculoma in tuberculous meningitis: a report of 8 patients // J Infect. ‒ 2010. ‒ T. 60, № 6. ‒ C. 458-66.

113. Downs J. A., Allard S., Jobin-Robitaille O., Javaheri A., Auger A., Bouchard N., Kron S. J., Jackson S. P., Cote J. Binding of chromatin-modifying activities to phosphorylated histone H2A at DNA damage sites // Mol Cell. ‒ 2004. ‒ T. 16, № 6. ‒ C. 979-90.

114. Bao Y., Shen X. INO80 subfamily of chromatin remodeling complexes // Mutat Res. ‒ 2007. ‒ T. 618, № 1-2. ‒ C. 18-29.

115. Savic V., Yin B., Maas N. L., Bredemeyer A. L., Carpenter A. C., Helmink B. A., Yang-Iott K. S., Sleckman B. P., Bassing C. H. Formation of dynamic gamma-H2AX domains along broken DNA strands is distinctly regulated by ATM and MDC1 and dependent upon H2AX densities in chromatin // Mol Cell. ‒ 2009. ‒ T. 34, № 3. ‒ C. 298-310.

116. Chai B., Huang J., Cairns B. R., Laurent B. C. Distinct roles for the RSC and Swi/Snf ATP-dependent chromatin remodelers in DNA double-strand break repair // Genes Dev. ‒ 2005. ‒ T. 19, № 14. ‒ C. 1656-61.

117. Shim E. Y., Ma J. L., Oum J. H., Yanez Y., Lee S. E. The yeast chromatin remodeler RSC complex facilitates end joining repair of DNA double-strand breaks // Mol Cell Biol. ‒ 2005. ‒ T. 25, № 10. ‒ C. 3934-44.

118. Liang B., Qiu J., Ratnakumar K., Laurent B. C. RSC functions as an early double-strand-break sensor in the cell's response to DNA damage // Curr Biol. ‒ 2007. ‒ T. 17, № 16. ‒ C. 1432-7.

119. Sanders S. L., Portoso M., Mata J., Bahler J., Allshire R. C., Kouzarides T. Methylation of histone H4 lysine 20 controls recruitment of Crb2 to sites of DNA damage // Cell. ‒ 2004. ‒ T. 119, № 5. ‒ C. 603-14.

120. Huen M. S., Grant R., Manke I., Minn K., Yu X., Yaffe M. B., Chen J. RNF8 transduces the DNA-damage signal via histone ubiquitylation and checkpoint protein assembly // Cell. ‒ 2007. ‒ T. 131, № 5. ‒ C. 901-14.

121. Robzyk K., Recht J., Osley M. A. Rad6-dependent ubiquitination of histone H2B in yeast // Science. ‒ 2000. ‒ T. 287, № 5452. ‒ C. 501-4.

122. San-Segundo P. A., Roeder G. S. Role for the silencing protein Dot1 in meiotic checkpoint control // Mol Biol Cell. ‒ 2000. ‒ T. 11, № 10. ‒ C. 3601-15.

123. Scharf A. N., Meier K., Seitz V., Kremmer E., Brehm A., Imhof A. Monomethylation of lysine 20 on histone H4 facilitates chromatin maturation // Mol Cell Biol. ‒ 2009. ‒ T. 29, № 1. ‒ C. 57-67.

124. Kusch T., Florens L., Macdonald W. H., Swanson S. K., Glaser R. L., Yates J. R., 3rd, Abmayr S. M., Washburn M. P., Workman J. L. Acetylation by Tip60 is required for selective histone variant exchange at DNA lesions // Science. ‒ 2004. ‒ T. 306, № 5704. ‒ C. 2084-7.

125. Game J. C., Williamson M. S., Baccari C. X-ray survival characteristics and genetic analysis for nine Saccharomyces deletion mutants that show altered radiation sensitivity // Genetics. ‒ 2005. ‒ T. 169, № 1. ‒ C. 51-63.

126. Shim E. Y., Hong S. J., Oum J. H., Yanez Y., Zhang Y., Lee S. E. RSC mobilizes nucleosomes to improve accessibility of repair machinery to the damaged chromatin // Mol Cell Biol. ‒ 2007. ‒ T. 27, № 5. ‒ C. 1602-13.

127. Ray S., Grove A. The yeast high mobility group protein HMO2, a subunit of the chromatin-remodeling complex INO80, binds DNA ends // Nucleic Acids Res. ‒ 2009. ‒ T. 37, № 19. ‒ C. 6389-99.

128. Papamichos-Chronakis M., Krebs J. E., Peterson C. L. Interplay between Ino80 and Swr1 chromatin remodeling enzymes regulates cell cycle checkpoint adaptation in response to DNA damage // Genes Dev. ‒ 2006. ‒ T. 20, № 17. ‒ C. 2437-49.

129. Jazayeri A., McAinsh A. D., Jackson S. P. Saccharomyces cerevisiae Sin3p facilitates DNA double-strand break repair // Proc Natl Acad Sci U S A. ‒ 2004. ‒ T. 101, № 6. ‒ C. 1644-9.

130. Tamburini B. A., Tyler J. K. Localized histone acetylation and deacetylation triggered by the homologous recombination pathway of double-strand DNA repair // Mol Cell Biol. ‒ 2005. ‒ T. 25, № 12. ‒ C. 4903-13.

131. Bhaskara S., Chyla B. J., Amann J. M., Knutson S. K., Cortez D., Sun Z. W., Hiebert S. W. Deletion of histone deacetylase 3 reveals critical roles in S phase progression and DNA damage control // Mol Cell. ‒ 2008. ‒ T. 30, № 1. ‒ C. 61-72.

132. Saha A., Wittmeyer J., Cairns B. R. Chromatin remodelling: the industrial revolution of DNA around histones // Nat Rev Mol Cell Biol. ‒ 2006. ‒ T. 7, № 6. ‒ C. 437-47.

133. Chen C. C., Carson J. J., Feser J., Tamburini B., Zabaronick S., Linger J., Tyler J. K. Acetylated lysine 56 on histone H3 drives chromatin assembly after repair and signals for the completion of repair // Cell. ‒ 2008. ‒ T. 134, № 2. ‒ C. 231-43.

134. Ransom M., Dennehey B. K., Tyler J. K. Chaperoning histones during DNA replication and repair // Cell. ‒ 2010. ‒ T. 140, № 2. ‒ C. 183-95.

135. Gontijo A. M., Green C. M., Almouzni G. Repairing DNA damage in chromatin // Biochimie. ‒ 2003. ‒ T. 85, № 11. ‒ C. 1133-47.

136. Nabatiyan A., Szuts D., Krude T. Induction of CAF-1 expression in response to DNA strand breaks in quiescent human cells // Mol Cell Biol. ‒ 2006. ‒ T. 26, № 5. ‒ C. 1839-49.

137. Polo S. E., Roche D., Almouzni G. New histone incorporation marks sites of UV repair in human cells // Cell. ‒ 2006. ‒ T. 127, № 3. ‒ C. 481-93.

138. Chen C. C., Tyler J. Chromatin reassembly signals the end of DNA repair // Cell Cycle. ‒ 2008. ‒ T. 7, № 24. ‒ C. 3792-7.